下载:
-
放疗是临床治疗恶性肿瘤的重要手段之一。在腹腔、盆腔肿瘤患者的放疗中，由于位于腹腔和盆腔内的肠道组织对电离辐射比较敏感，这些患者肠道功能发生改变的概率高达90%。放射性肠损伤是腹部或盆腔肿瘤患者接受局部放疗引起的最常见的并发症，可累及小肠、结肠和直肠[1]。一般在3~6个月内出现以肠黏膜炎症反应为主的急性放射性肠损伤，临床表现为黏膜溃疡、穿孔、瘘以及腹腔脓肿[2]。肠道损伤效应是放疗剂量限制的主要原因，严重影响到患者的生存质量和肿瘤的放疗疗效。如何在保证疗效的同时减少对肠道组织的放射性损伤，是辐射防护领域急需解决的问题。
褪黑素是Lerner等[3]于1959年首次在松果体中分离出来的一种具有多种生物活性的吲哚类物质，由于其进入蛙黑色素细胞后会使蛙全身肤色变浅而得名。褪黑素的化学名称为N-乙酰基-5-甲氧基色胺（N-acetyl-5-methoxytryptamine），具有促进睡眠、调节生物节律、抗衰老、抗氧化、清除自由基、调节免疫、抗肿瘤等多项生理功能[4-6]。近年的研究结果表明，褪黑素能减轻电离辐射对机体造成的损伤，在辐射损伤的防护与治疗的研究中产生了良好的效果[7-8]。
我们在研究褪黑素对辐射诱导的放射性肠损伤的作用时发现，在照射前对C57BL/6J小鼠给予褪黑素，能促进小鼠肠道组织辐射损伤的修复，有效缓解小鼠放射性肠损伤的症状[9]。研究结果表明，肠道菌群参与肠道的稳态维持和机体的生理功能发挥，在放疗引起的组织炎症损伤及其修复中发挥着重要作用[10-11]。那么，肠道菌群是否也参与了褪黑素对放射性肠损伤的防护作用呢？本研究采用16S rDNA扩增子测序技术对小鼠肠道菌群进行分析，探讨肠道菌群在褪黑素对γ射线诱导的小鼠放射性肠损伤的防护中的作用。
-
无特定病原体级的雄性C57BL/6J小鼠15只，体重（20±2） g，6~8周龄，由北京维通利华实验动物中心提供，实验动物使用许可证号：SCXY（京）2021-0006。所有小鼠均活动正常，置于无特定病原体级条件下，恒温[（25±2）℃]、恒湿（45%~50%）、每12 h光照与黑暗条件交替、无菌净化屏障系统内饲养，自由进食和饮水。动物实验在中国医学科学院放射医学研究所实验动物中心完成，实验方案通过了中国医学科学院放射医学研究所实验动物伦理委员会的审核及批准（批准号：DWLL-20200516）。
-
粪便 DNA提取试剂盒购自广州美基生物科技公司；PCR 扩增试剂盒购自美国New England Biolabs公司；TruSeq® DNA PCR-Free Sample Preparation Kit文库构建试剂盒购自美国Illumina公司；褪黑素购自美国Sigma公司。
-
按体重对小鼠腹腔注射10%水合氯醛（0.1 ml/10 g），待小鼠麻醉后使其俯卧固定于特制的塑料盒子中，盒子中间有一直径为3 cm的孔，使其对准小鼠腹部。采用加拿大Best Theratronics公司Gammacell®40 Exactor 137Cs γ射线照射源对小鼠腹部进行局部照射，上至胸骨剑突，下至耻骨联合，源皮距为50 cm，照射剂量为13 Gy，剂量率为1.0 Gy/min，身体其余部位用5 cm厚的铅砖屏蔽。照射后小鼠可自由活动及饮水，并喂以标准鼠食。
-
将小鼠按简单随机分组法分为3组，每组5只。（1）对照组：不给予任何处理；（2）照射组：以13 Gy剂量对小鼠进行腹部照射；（3）褪黑素+照射组：按体重以10 mg/kg的剂量对小鼠实施褪黑素灌胃给药，连续5 d，每日1次，给药后24 h以13 Gy剂量进行腹部照射。
-
照射后3 d无菌收集小鼠粪便，按照试剂盒说明书中的方法提取粪便的基因组 DNA，采用琼脂糖凝胶电泳检测DNA的纯度和浓度。取适量的样品于离心管中，用无菌水稀释至1 ng/μl。以稀释后的基因组 DNA 为模板，根据测序区域选择16S V4区引物515F（5′-GTGCCAGCMGCCGCGGTAA-3′）和806R （5′-GGACTACHVGGGTWTCTAAT-3′）[由生工生物工程（上海）股份有限公司合成]。采用特异引物高效高保真酶进行PCR，确保扩增效率和准确性。PCR反应程序：98℃预变性1 min； 98℃ 10 s，50℃ 30 s，72℃ 30 s，共循环30次；72℃延伸5 min。
-
为了确保每个样品中都包含相等数量的PCR产物，以消除产物浓度的差异对实验结果的影响，根据PCR产物浓度进行等量混样，充分混匀后采用浓度为2%的琼脂糖凝胶电泳检测PCR产物，对目的条带采用胶回收试剂盒进行回收。
-
采用TruSeq® DNA PCR-Free Sample Preparation Kit文库构建试剂盒进行文库构建，构建好的文库经过Qubit和Q-PCR定量，合格后使用美国Illumina公司HiSeq2500型测序仪进行上机测序。
-
根据特异序列和PCR扩增引物序列从下机数据中拆分出各样品数据，截去特异序列和引物序列后，使用FLASH软件（V1.2.7,
http://ccb.jhu.edu/software/FLASH ）对每个样品得到的数据进行拼接，得到的拼接序列为原始数据。原始数据经过严格的过滤处理得到高质量的数据，应用Qiime微生物组分析平台（V1.7.0，http://qiime.org/scripts/split_libraries_fastq.html ）进行数据质量控制。经过以上处理后得到的数据进行去除嵌合体序列的处理（http://www.drive5.com/usearch/manual/chimera_formation.html ），即：将数据序列（UCHIME Algorithm，http://www.drive5.com/usearch/manual/uchime_algo.html ）与数据库（Gold database，http://drive5.com/uchime/uchime_download.html ）进行比对，检测并去除其中的嵌合体序列，最终得到有效数据。 -
应用Uparse 软件（v7.0.1001，
http://drive5.com/uparse ）对所有样品的全部有效数据进行聚类，默认以97%的一致性将序列聚类成为OTU。依据其算法原则，筛选OTU中出现频数最高的序列作为OTU的代表序列。对OTU的代表序列进行物种注释，采用Mothur方法与SILVA网站（http://www.arb-silva.de ）中的小亚基核糖体DNA（SSUrDNA）序列进行物种注释分析（设定阈值为0.8~1.0），获得分类学信息并分别在各个分类水平（界、门、纲、目、科、属、种）统计各样本的群落组成。应用MUSCLE软件（Version 3.8.31，http://www.drive5.com/muscle ）进行快速多序列比对，得到所有OTU代表序列的系统发生关系。以样品中数据量最少的样本为标准，对各样品的数据进行均一化处理。 -
应用Qiime微生物组分析平台计算Chao1和Observed_species指数，应用R软件（Version 2.15.3，
http://www.r-project.org ）进行 α多样性指数的组间差异分析，采用R软件中agricolae安装包的Tukey检验和Wilcox检验进行参数检验。 -
应用Qiime微生物组分析平台计算Unifrac（unique fraction）距离并构建非加权组平均法（unweighted pair group method with arithmetic mean，UPGMA）聚类树。应用R软件绘制主成分分析（principal component analysis，PCA）图。应用R软件的ade4和ggplot2软件包进行PCA分析。应用R软件进行 β多样性指数的组间差异分析，采用R软件中agricolae安装包的Tukey检验和Wilcox检验进行参数检验。应用LEfSe软件（版本1.1.01，
https://github.com/biobakery/lefse ）进行LEfSe分析，默认设置线性判别分析（linear discriminant analysis，LDA）的筛选值为4。应用R软件对组间差异有统计学意义的菌群进行t检验。 -
通过计算所有样本的相关指数（Spearman相关系数或Pearson相关系数），得到菌群相关系数表。用截断值=0.6对相关系数的绝对值进行过滤，根据菌群丰度图绘制菌属共发生网络图。
-
3组小鼠的OTU聚类见图1A。物种注释结果显示，在门水平，排名前10的菌群相对丰度中，厚壁菌门、拟杆菌门和变形菌门是对照组小鼠主要的肠道菌群（图1B）；与对照组相比，照射组厚壁菌门丰度上调，褪黑素+照射组厚壁菌门丰度下调、变形菌门丰度上调。在属水平，双歧杆菌属、土杆菌属和乳酸杆菌属是对照组小鼠最大丰度的肠道菌群；与对照组相比，照射组双歧杆菌属和乳酸杆菌属丰度下调，土杆菌属丰度上调；巴斯德菌属、分节丝状菌属和拟杆菌属是褪黑素+照射组小鼠最大丰度的肠道菌群（图1C）。在属水平丰度排名前35的菌群的物种丰度聚类中，褪黑素+照射组小鼠肠道菌属的丰度与照射组小鼠相比有显著变化，不同分组中丰度表达高的菌属是不同的（图1D）。属水平的三元相图表明，乳酸杆菌属、土杆菌属和巴斯德菌属分别是对照组、照射组和褪黑素+照射组小鼠的优势菌属（图1E）。
图 1 经照射和褪黑素给药处理后小鼠肠道菌群的OTU聚类和物种注释情况
Figure 1. Operational taxonomic units analysis and species annotation of the gut microbiota in mice following irradiation and melatonin treatment
-
如图2A所示，基于 OTU分布的韦恩图显示了不同实验组间共有以及特有的OTU数目。α多样性分析结果显示，褪黑素+照射组小鼠肠道菌群的α多样性下降，Chao1和Observed_species指数结果表明，与对照组相比，褪黑素+照射组小鼠肠道菌群的丰度和多样性均下降，且差异有统计学意义（均P<0.01，图2B、图2C）。β多样性分析结果显示，褪黑素+照射组小鼠肠道菌群的β多样性上升，加权 Unifrac 距离矩阵（图2D）和PCA（图2E）分析表明，与对照组相比，褪黑素+照射组小鼠肠道菌群的群落结构增加，且差异有统计学意义 （P<0.001）。排名前10的菌群相对丰度的UPGMA聚类树结果表明，褪黑素+照射组小鼠肠道菌群群落结构不同于对照组和照射组小鼠，变形菌门增加、厚壁菌门减少（图2F）。
图 2 经照射和褪黑素给药处理后小鼠肠道菌群的复杂性分析
Figure 2. Analysis of the complexity of the gut microbiota in mice following irradiation and melatonin treatment
-
T检验结果（图3A）显示，与对照组相比，照射组在属水平的菌群组成中有8个菌属的丰度差异有统计学意义（均P<0.05），其中梭状芽胞杆菌属1的丰度最高；与照射组相比，褪黑素+照射组在属水平的菌群组成中有6个菌属的丰度差异有统计学意义（均P<0.05），土杆菌属、乳酸杆菌属和梭状芽胞杆菌属-1的丰度低于照射组。
图 3 经照射和褪黑素给药处理后小鼠肠道菌群组间差异有统计学意义的菌属的分析
Figure 3. Analysis of the species with significant differences in gut microbiota in mice following irradiation and melatonin treatment
LDA值分布柱状图结果显示，由门至种的不同分类级别的乳酸杆菌目/科/属/种、双歧杆菌目/科/属和放线菌门是对照组主要的优势菌属；厚壁菌门、丹毒丝菌纲/目/科和土杆菌属是照射组主要的优势菌属；变形菌门/纲、肠杆菌目/科、巴斯德菌目/科/属/种和梭状芽孢杆菌纲/目是褪黑素+照射组主要的优势菌属（图3B）。LEfSe进化分支图显示了不同分组间优势菌属的系统发育，褪黑素+照射组瘤胃球菌科、梭状芽胞杆菌目/纲、肠杆菌目/科、巴斯德菌目/科和γ-变形菌纲的丰度上调（图3C）。
-
小鼠肠道菌群优势菌属的共发生网络图（图4）显示了变形菌门、放线菌门、拟杆菌门和厚壁菌门这四大门类下占互作主导地位的优势菌属以及它们之间互作的关系，这一互作紧密的菌群维持着照射后小鼠肠道菌群的群落结构和功能稳定。
图 4 经照射和褪黑素给药处理后小鼠肠道菌群优势菌属的共发生网络图
Figure 4. The network involved in the dominant species in mice following irradiation and melatonin treatment
-
肠道是一个复杂的生态系统，生存着数百万亿的肠道微生物，它们与宿主共同进化，形成了一种共生关系。近年来，人体微生物菌群因与健康及疾病息息相关而受到越来越多的关注。研究结果表明，肠道菌群失调与肥胖、糖尿病、肿瘤等多种疾病的发生密切相关[12]。此外，肠道菌群在辐射引发的组织损伤修复中发挥着重要作用。我们以往的研究结果显示，褪黑素能有效缓解小鼠急性放射性肠损伤的症状[9]。为了阐明哪些肠道菌群参与了褪黑素对急性放射性肠损伤的防护作用，我们对小鼠肠道菌群进行16S rDNA扩增子测序，检测辐射诱导的小鼠肠道微生物菌群的变化。
本研究结果显示，乳酸杆菌属和双歧杆菌属是对照组小鼠在属水平最大丰度的菌属。据报道，辐射前给予益生菌乳酸杆菌可减轻辐射所致的小鼠小肠上皮损伤，提高小鼠小肠隐窝的数量[13]。对大鼠在照射前和照射后给予乳酸杆菌或乳酸杆菌和双歧杆菌的混合物，可改善肠道组织损伤的病理变化并减轻辐射诱导的肠道黏膜损伤[14-15]。乳酸杆菌、双歧杆菌等有益于肠道健康的益生菌在预防或治疗肠道辐射损伤中具有良好的效果，临床上可用于放疗导致的放射性肠损伤的防治[16-17]。辐射会引起肠道菌群的改变，本研究结果显示，与对照组相比，照射组小鼠肠道菌群的丰度和多样性发生了变化，照射引起了对肠道辐射损伤有预防或治疗作用的双歧杆菌和乳酸杆菌的丰度下调，这就解释了在我们以往的研究中发生辐射诱导肠道损伤的原因[9]。
本研究中，我们在照射前对小鼠给予褪黑素（褪黑素+照射组），发现小鼠肠道菌群发生了重建，巴斯德菌属、分节丝状菌属和拟杆菌属是褪黑素+照射组小鼠肠道中丰度最大的菌群。我们对不同实验组间小鼠肠道菌群的群落结构差异进行比较，发现褪黑素+照射组小鼠肠道菌群的构成不同于照射组和对照组小鼠，由门至种的不同分类级别的变形菌门/纲、肠杆菌目/科、巴斯德菌目/科/属/种和梭状芽孢杆菌纲/目是小鼠肠道菌群组间丰度差异有统计学意义的菌群。据报道，大多数γ-变形菌和少数α-变形菌对宇宙辐射具有较高的耐受性[18-19]。Kent等[20]报道，大鼠经全身照射或肠道照射时，肠道内变形杆菌尤其是肠杆菌的数量过度增长。巴氏杆菌和肠杆菌是γ-变形菌门中最近分化的目，大多数巴斯德菌作为共生体生活在哺乳动物的黏膜表面。梭状芽孢杆菌对电离辐射也具有较强的耐受性，Lam等[21]发现，大鼠经照射后，肠道中梭状芽孢杆菌的丰度升高；Noyes等[22]发现，在经历核武器爆炸后3~6 d幸存的猪的肠道中，梭状芽孢杆菌丰度也升高。我们认为在小鼠照射前给予褪黑素后，对辐射有抵抗的这些肠道菌群可能参与了褪黑素缓解辐射诱导的放射性肠损伤的过程。
此外，我们在构建小鼠肠道菌群中差异有统计学意义的菌属的共发生网络时，确定了变形菌门、放线菌门、拟杆菌门和厚壁菌门这四大门类下占互作主导地位的优势菌属以及它们之间互作的关系。然而这些肠道菌群在肠道放射性损伤的防护中如何发挥作用，以及占互作主导地位的优势菌属之间是如何互作的，还需要进一步的研究探索。在本研究中我们检测了照射后3 d小鼠肠道菌群的变化，选择这个时间点的原因是由于肠道是一个持续快速更新的组织，肠黏膜上皮细胞每隔3~5 d更新一次，照射后3~5 d是观察肠道损伤的最佳时间[23]，因此我们选择在照射后3 d采集小鼠的粪便样本分析肠道菌群的改变。在今后的研究中，我们将采集照射后多个时间点，最长到1~2月，观察照射后小鼠肠道菌群的长期变化过程，探讨照射后短期和长期肠道菌群的异同。本研究揭示了肠道菌群与肠道辐射损伤发生的关系，为预防腹部或盆腔肿瘤患者放疗引起的放射性肠损伤的发生奠定了实验基础。
利益冲突 所有作者声明无利益冲突
作者贡献声明 高宇负责实验的实施、论文的撰写；陆欣然负责动物实验的开展；杨蒙蒙负责数据的处理与分析；樊赛军负责研究命题的提出；王芹负责实验的设计、论文的审阅和修订
褪黑素在γ射线诱导的小鼠放射性肠损伤中对肠道菌群的影响
Melatonin alleviates γ-ray-induced intestinal injury from mice by modulating gut microbiota
-
摘要:
目的 探讨褪黑素在γ射线诱导的小鼠放射性肠损伤中对肠道菌群的影响。 方法 采用简单随机分组法将C57BL/6J雄性小鼠分为3组，即对照组（不给予任何处理）、照射组（以13 Gy剂量对小鼠进行腹部照射）和褪黑素+照射组（对小鼠实施褪黑素给药，连续5 d，然后以13 Gy剂量进行腹部照射），每组5只，共15只。照射后3 d收集小鼠粪便，进行16S rDNA扩增子测序，分析小鼠肠道菌群的变化，应用Uparse 软件进行操作分类单元聚类和物种注释，应用Qiime微生物组分析平台进行样品复杂度分析和多样品比较分析。 结果 巴斯德菌属、分节丝状菌属和拟杆菌属是褪黑素+照射组小鼠肠道中丰度最大的菌群。与对照组相比，褪黑素+照射组小鼠肠道菌群的丰度和多样性均下降（均P<0.01），群落结构增加（P<0.001）。由门至种的不同分类级别的变形菌门/纲、肠杆菌目/科、巴斯德菌目/科/属/种和梭状芽孢杆菌纲/目是褪黑素+照射组小鼠肠道菌群组间丰度最大的菌群。在构建小鼠肠道菌群优势菌属共发生网络中，确定了变形菌门、放线菌门、拟杆菌门和厚壁菌门这四大门类下占互作主导地位的菌属以及它们之间互作的关系。 结论 照射前给予褪黑素后小鼠肠道中的优势菌属可能参与了褪黑素缓解γ射线诱导的放射性肠损伤的过程。 Abstract:Objective To explore the effect of melatonin on gut microbiota of a mouse model of γ-ray-induced radiation intestinal injury. Methods C57BL/6J male mice were divided into three groups using a simple random grouping method, namely, the control (without any treatment), irradiation (abdominal irradiation of mice at a dose of 13 Gy), and melatonin+irradiation groups (administration of melatonin to the mice for five consecutive days, followed by abdominal irradiation at a dose of 13 Gy), with five mice in each group. Mouse feces were collected 3 days after radiation, and gut microbiota analysis was conducted via 16S rDNA amplicon sequencing. Operational taxonomic units clustering and species annotation were analyzed using Uparse software. Sample complexity analysis and multisample comparative analysis were completed using the Qiime microbiome analysis platform. Results Pasteurella, Candidatus Arthromitus, and Bacteroides were the most abundant bacteria in the intestines of mice in the melatonin+irradiation group. Compared with the control group, the melatonin+irradiation group showed decreased abundance and diversity of gut microbiota (both P<0.01) and increased community structure (P<0.001). From phylum to species, Proteobacteria phylum/class, Enterobacteriales order/family, Pasteurellales order/family/genus/species and Clostridiales class/order were the most abundant gut microbiota of mice in melatonin+irradiation group. In the construction of a symbiotic network of dominant species in mouse gut microbiota, the dominant interacting species under Proteobacteria, Actinobacteria, Bacteroidetes, and Firmicutes and their interacting relationships were identified. Conclusion The dominant species in the intestines of mice from melatonin+irradiation group might contribute to the relief of γ-ray-induced radiation intestinal injury mediated by melatonin. -
Key words:
- Melatonin /
- Gastrointestinal microbiome /
- Radiation injuries /
- Gamma rays
-
图 1 经照射和褪黑素给药处理后小鼠肠道菌群的OTU聚类和物种注释情况
Figure 1. Operational taxonomic units analysis and species annotation of the gut microbiota in mice following irradiation and melatonin treatment
图 2 经照射和褪黑素给药处理后小鼠肠道菌群的复杂性分析
Figure 2. Analysis of the complexity of the gut microbiota in mice following irradiation and melatonin treatment
图 3 经照射和褪黑素给药处理后小鼠肠道菌群组间差异有统计学意义的菌属的分析
Figure 3. Analysis of the species with significant differences in gut microbiota in mice following irradiation and melatonin treatment
-
[1] 李幼生. 放射性肠损伤的诊治现状与展望[J]. 中华胃肠外科杂志, 2020, 23(8): 723−727. DOI: 10.3760/cma.j.cn.441530-20200513-00276.
Li YS. Diagnosis and treatment of radiation intestinal injury: current status and perspectives[J]. Chin J Gastrointest Surg, 2020, 23(8): 723−727. DOI: 10.3760/cma.j.cn.441530-20200513- 00276.[2] Meena SK, Joriya PR, Yadav SM, et al. Modulation of radiation-induced intestinal injury by radioprotective agents: a cellular and molecular perspectives[J]. Rev Environ Health, 2022, 38(2): 295−311. DOI: 10.1515/reveh-2021-0108. [3] Lerner AB, Case JD, Mori W, et al. Melatonin in peripheral nerve[J]. Nature, 1959, 183: 1821. DOI: 10.1038/1831821a0. [4] Ma Q, Reiter RJ, Chen YD. Role of melatonin in controlling angiogenesis under physiological and pathological conditions[J]. Angiogenesis, 2020, 23(2): 91−104. DOI: 10.1007/s10456-019-09689-7. [5] Sato K, Meng FY, Francis H, et al. Melatonin and circadian rhythms in liver diseases: functional roles and potential therapies[J]. J Pineal Res, 2020, 68(3): e12639. DOI: 10.1111/jpi.12639. [6] Kong XY, Gao R, Wang ZZ, et al. Melatonin: a potential therapeutic option for breast cancer[J]. Trends Endocrinol Metab, 2020, 31(11): 859−871. DOI: 10.1016/j.tem.2020.08.001. [7] Alonso-González C, González A, Menéndez-Menéndez J, et al. Melatonin as a radio-sensitizer in cancer[J/OL]. Biomedicines, 2020, 8(8): 247[2023-01-12]. https://www.mdpi.com/2227-9059/8/8/247. DOI: 10.3390/biomedicines8080247. [8] Amini P, Mirtavoos-Mahyari H, Motevaseli E, et al. Mechanisms for radioprotection by melatonin; can it be used as a radiation countermeasure?[J]. Curr Mol Pharmacol, 2019, 12(1): 2−11. DOI: 10.2174/1874467211666180802164449. [9] Wang Q, Wang Y, Du LQ, et al. The effects of melatonin administration on intestinal injury caused by abdominal irradiation from mice[J/OL]. Int J Mol Sci, 2021, 22(18): 9715[2023-01-12]. https://www.mdpi.com/1422-0067/22/18/9715. DOI: 10.3390/ijms22189715. [10] Xiao HW, Cui M, Li Y, et al. Gut microbiota-derived indole 3-propionic acid protects against radiation toxicity via retaining acyl-CoA-binding protein[J/OL]. Microbiome, 2020, 8(1): 69[2023-01-12]. https://microbiomejournal.biomedcentral.com/articles/10.1186/s40168-020-00845-6. DOI: 10.1186/s40168-020-00845-6. [11] 赵晓彤, 柳杨, 王芹, 等. 肠道微生物在放射性肠损伤及其治疗中的研究进展[J]. 国际放射医学核医学杂志, 2020, 44(10): 649−654. DOI: 10.3760/cma.j.cn121381-201906022-00080.
Zhao XT, Liu Y, Wang Q, et al. Research progress of intestinal microbiota in radiation-induced intestinal injury and treatment[J]. Int J Radiat Med Nucl Med, 2020, 44(10): 649−654. DOI: 10.3760/cma.j.cn121381-201906022-00080.[12] Adak A, Khan MR. An insight into gut microbiota and its functionalities[J]. Cell Mol Life Sci, 2019, 76(3): 473−493. DOI: 10.1007/s00018-018-2943-4. [13] Ciorba MA, Riehl TE, Rao MS, et al. Lactobacillus probiotic protects intestinal epithelium from radiation injury in a TLR-2/cyclo-oxygenase-2-dependent manner[J]. Gut, 2012, 61(6): 829−838. DOI: 10.1136/gutjnl-2011-300367. [14] Demirer S, Aydintug S, Aslim B, et al. Effects of probiotics on radiation-induced intestinal injury in rats[J]. Nutrition, 2006, 22(2): 179−186. DOI: 10.1016/j.nut.2005.08.003. [15] Ki YK, Kim W, Cho H, et al. The effect of probiotics for preventing radiation-induced morphological changes in intestinal mucosa of rats[J]. J Korean Med Sci, 2014, 29(10): 1372−1378. DOI: 10.3346/jkms.2014.29.10.1372. [16] Jian YP, Zhang D, Liu MD, et al. The impact of gut microbiota on radiation-induced enteritis[J/OL]. Front Cell Infect Microbiol, 2021, 11: 586392[2023-01-12]. https://www.frontiersin.org/articles/10.3389/fcimb.2021.586392/full. DOI: 10.3389/fcimb.2021.586392. [17] Zhao TS, Xie LW, Cai S, et al. Dysbiosis of gut microbiota is associated with the progression of radiation-induced intestinal injury and is alleviated by oral compound probiotics in mouse model[J/OL]. Front Cell Infect Microbiol, 2021, 11: 717636[2023-01-12]. https://www.frontiersin.org/articles/10.3389/fcimb.2021.717636/full. DOI: 10.3389/fcimb.2021.717636. [18] Agogué H, Joux F, Obernosterer I, et al. Resistance of marine bacterioneuston to solar radiation[J]. Appl Environ Microbiol, 2005, 71(9): 5282−5289. DOI: 10.1128/AEM.71.9.5282-5289.2005. [19] Modenutti B, Balseiro E, Corno G, et al. Ultraviolet radiation induces filamentation in bacterial assemblages from North Andean Patagonian lakes[J]. Photochem Photobiol, 2010, 86(4): 871−881. DOI: 10.1111/j.1751-1097.2010.00758.x. [20] Kent TH, Osborne JW, Wende CM. Intestinal flora in whole-body and intestinal X-irradiated rats[J]. Radiat Res, 1968, 35(3): 635−651. DOI: 10.2307/3572521. [21] Lam V, Moulder JE, Salzman NH, et al. Intestinal microbiota as novel biomarkers of prior radiation exposure[J]. Radiat Res, 2012, 177(5): 573−583. DOI: 10.1667/rr2691.1. [22] Noyes HE, Evans JR, Baker HJ. Effects of a nuclear detonation on swine−bacteriologic studies[J]. Ann N Y Acad Sci, 1963, 105: 653−665. DOI: 10.1111/j.1749-6632.1963.tb42955.x. [23] Sun H, Cai H, Fu Y, et al. The protection effect of resveratrol against radiation-induced inflammatory bowel disease via NLRP-3 inflammasome repression in mice[J/OL]. Dose Response, 2020, 18(2): 1559325820931292[2023-01-12]. https://www.ncbi.nlm.nih.gov/pmc/articles/PMC7323307. DOI: 10.1177/1559325820931292. -
点击查看大图
图(4)
计量
- 文章访问数: 2163
- HTML全文浏览量: 1632
- PDF下载量: 17