因为啮齿动物的体积较小，体表面积与体积的比值高于人类，其皮肤水分流失量相对更高，因此在显像前准备期间不应对动物禁水^[3]。啮齿动物的进食行为与光暗周期有关，其通常在夜间进食频繁^[4]，Levine和Saltzman^[5]观察到夜间禁食的大鼠出现了体重和肝脏重量减轻、肝糖原耗竭、血糖水平下降及糖异生导致氨基酸缺乏等现象。同时，脑对¹⁸F-FDG的摄取与脑组织代谢的能量底物相关，饮食构成不同会引起脑组织能量底物浓度的改变，从而使脑对¹⁸F-FDG的摄取发生变化^[6]。短暂的饥饿诱导可引起脑对能量平衡的调节^[7]，表现为大鼠脑内不同区域¹⁸F-FDG摄取的改变，因此，饮食对¹⁸F-FDG脑摄取的影响很复杂。

¹⁸F-FDG PET显像的啮齿动物模型通常会禁食6~8 h以降低血糖水平，避免葡萄糖与¹⁸F-FDG竞争性摄取^[8]。付占立等^[9]发现糖负荷小鼠[血糖浓度（11.98±3.01） mmol/L]的SUV显著低于对照组小鼠[血糖浓度（3.95±1.11） mmol/L]。Wong等^[10]研究了禁食对小鼠¹⁸F-FDG脑摄取动力学参数的影响，结果显示，隔夜禁食状态下的小鼠脑PET显像SUV及葡萄糖净内流常数K_i均显著高于自由摄食状态下的小鼠，而葡萄糖代谢率（metabolic rate of glucose，MRGlu）在2种饮食条件下则无明显差异。

控制显像研究前动物的禁食时长和具体时间段，使实验方案标准化，可确保显像研究的可重复性。常规方法为在显像前一晚撤去动物饲料，对其隔夜禁食（可自由饮水）；在开始纵向研究前，应规范啮齿动物的日常饮食构成，排除部分饲料可能导致的非特异性影响。

常用的显像剂给药途径包括静脉推注和腹腔注射。静脉推注的优势是显像剂摄取均匀，但在进行尾静脉注射时常需固定动物，这种固定操作会成为实验动物的应激源，且已被证实会引起相关神经元的激活，造成代谢改变^[11]。腹腔注射是将显像剂注射到腹膜腔，通过腹膜壁被动扩散到毛细血管进入血流，因此，这种给药途径要求显像剂为生理性pH值，并且载体仅限于盐水或水^[3]。同时，腹腔注射也存在一定局限性，其不适用于通过肝脏排泄的显像剂，且存在将显像剂错误注射入腹腔脏器内的风险^[12]。

Wong等^[10]通过腹腔注射¹⁸F-FDG来评估小鼠的葡萄糖代谢，结果表明，经腹腔注射的显像剂摄取较慢，小鼠脑组织的放射性摄取在注射后60 min内达到了与静脉推注给药相当的程度，但2种给药途径下小鼠葡萄糖净内流常数K_i和MRGlu之间的差异并无统计学意义。Schiffer等^[13]观察到经腹腔注射显像剂的小鼠在注射后30 min达到了与经静脉推注后10 min相同的显像剂脑摄取水平，即脑对显像剂的摄取在静脉推注和腹腔注射2种给药途径间表现出不同的代谢速率，但随着时间的延长可达到相同水平。国内研究者探讨了尾静脉注射与腹腔注射2种给药途径对SD大鼠¹⁸F-FDG代谢的影响，结果显示，在50、70 min这2个时间点，2种给药途径对SD大鼠¹⁸F-FDG脑摄取产生的影响没有差异^[14-15]，这表明两者可以相互替代。

在常规的显像实验中，常使用麻醉剂使动物达到图像采集时的静止要求^[2]。不同的麻醉剂对啮齿动物的生理功能有不同的影响，包括降低体温、抑制葡萄糖代谢、减慢心率和呼吸频率等^[2]，并可通过作用于脑皮质的特定靶点，造成意识丧失和脑功能的改变^[16]。麻醉剂对不同脑区摄取¹⁸F-FDG有不同程度的影响，这些影响常常被全脑分析时整体的改变所掩盖，但也可以利用这一特性，通过选择合适的麻醉剂来加强特定脑区的摄取。啮齿动物实验中常用的注射性全麻剂为水合氯醛和氯胺酮；吸入性麻醉剂的麻醉持续时间和深度容易控制，并可及时调整麻醉剂的浓度，其中异氟烷是首选。

在Bascuñana等^[17]的研究中，氯胺酮联合赛拉嗪麻醉和水合氯醛麻醉均引起小鼠全脑摄取¹⁸F-FDG减低，脑皮质、海马及小脑的¹⁸F-FDG摄取也随之发生变化，水合氯醛有明显的升血糖作用，会导致全脑摄取¹⁸F-FDG的SUV减低，水合氯醛麻醉组小鼠的脑皮质对¹⁸F-FDG的摄取高于异氟烷麻醉组，而小脑的摄取则低于异氟烷麻醉组；此外，水合氯醛麻醉组小鼠的MRGlu较异氟烷麻醉组高，且与血糖水平呈正相关；氯胺酮联合赛拉嗪麻醉引起的血糖水平升高程度高于水合氯醛，且更加显著地降低了全脑对¹⁸F-FDG的摄取；氯胺酮联合赛拉嗪麻醉组小鼠不同脑区的放射性摄取与水合氯醛麻醉组一致，即脑皮质的SUV较异氟烷麻醉组高，小脑的SUV较异氟烷麻醉组低；氯胺酮联合赛拉嗪麻醉组小鼠的葡萄糖净内流常数K_i减低，且与血糖水平呈负相关，MRGlu升高，且与血糖水平呈正相关。Schiffer等^[13]评估了小鼠分别在清醒状态下和氯胺酮联合赛拉嗪麻醉下注射¹⁸F-FDG后4个不同时间点的脑SUV，发现在各个时间点清醒小鼠的脑SUV均高于麻醉小鼠。此外，Bascuñana等^[17]的研究结果表明，清醒状态下小鼠的全脑¹⁸F-FDG摄取与异氟烷麻醉下的小鼠没有差异。而Mizuma等^[18]发现，异氟烷麻醉组小鼠的大脑皮层、纹状体、丘脑和小脑的MRGlu分别比清醒组小鼠低66%、59%、60%和22%，这可能与大脑在清醒状态与麻醉状态下脑血流量的差异有关。因此，在图像采集期间应监测动物的心率、呼吸和体温变化，通过调整或标准化麻醉剂剂量，确保动物的生理状态保持一致。

在PET显像过程中，为保持动物静止而使用的麻醉剂同时会抑制体温调节^[18]，脱毛或酒精消毒等准备工作也会使动物体温降低，且PET图像采集过程较长，啮齿动物的代谢率及体表面积与体积的比值均较高^[19]，故在采集过程中易出现体温过低的情况，从而严重干扰代谢功能，并有一定概率导致死亡，因此，维持稳定的体温十分重要。

Mizuma等^[18]通过头托固定的方式对清醒状态下的小鼠行全脑¹⁸F-FDG PET显像，显像过程中温度探头每隔10 min记录一次直肠温度，保温组小鼠在显像时被放置于加热垫上维持体温，对照组小鼠则处于室温（18℃），对采集到的图像手动勾画ROI，获得不同脑区（脑皮质、纹状体、丘脑及小脑）的SUV，结果表明，保温组小鼠的全脑SUV比对照组小鼠高20%（特别是丘脑），同时观察到保温组小鼠的棕色脂肪组织和骨骼肌的SUV比对照组小鼠降低60%，即环境温度的升高增加了大脑对¹⁸F-FDG的摄取，同时减少了因寒冷引起的棕色脂肪组织和骨骼肌对¹⁸F-FDG的摄取。上述结论与Haman等^[20]的研究结果一致，即在环境温度降低时，肌糖原和脂肪组织被激活供能，用以维持体温。国内有研究者分别设置了30℃保温组、25℃保温组和20℃室温组来观察不同温度对荷瘤小鼠不同器官¹⁸F-FDG摄取的影响，发现不同温度下脑组织对¹⁸F-FDG摄取的差异无统计学意义^[21]，这可能与2项研究所设置的温度不同有关。

啮齿动物的大部分活动（如环境识别、觅食、进食、警觉等）都在夜间进行^[22]，这与其某些脑区的脑活动增加有关，并且会诱导这些脑区的葡萄糖代谢升高。de Francisco等^[23]的研究结果表明，小鼠海马、伏隔核、中脑、后脑和小脑在黑暗条件下对¹⁸F-FDG的摄取高于光照条件，这提示在动物¹⁸F-FDG PET脑显像中不同光照条件会对结果产生重要影响。因此，应控制光照条件以确保啮齿动物的¹⁸F-FDG PET脑显像结果更可靠、可重复性更强。

小动物¹⁸F-FDG PET显像可以动态、无创、可重复地实现活体动物脑内代谢的定性和定量分析。动物的饮食、麻醉、显像剂的给药途径、温度和光照等均被证实能够影响¹⁸F-FDG的脑摄取，因此，在同一脑显像研究中，为减少所需实验动物的数量，实现多个研究组之间较高的可重复性和可比性，显像前和显像过程中标准化的动物准备是实验成功的关键。但上述实验条件所继发的改变，比如麻醉继发的低体温、黑暗环境继发的觅食行为和反应能力变化、饥饿诱导的血糖水平变化等会如何影响¹⁸F-FDG的脑摄取，以及不同疾病模型之间、不同品系的啮齿动物之间各脑区观察所需的标准化动物麻醉方案尚需要进一步探究。

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作者贡献声明　赵京序负责文献的收集、综述的撰写；崔曹哲、胡奕奕负责文献的收集与整理；武志芳负责综述的审阅